Freiwillige Praktika

Dr. Ralf Schmauder, Prof. Dr. K. Benndorf / Institut für Physiologie II

Untersuchung an Membranproteinen mit Fluoreszenzmikroskopie:
Wie „sieht“ man molekulare Interaktionen

Vorgestellte Methoden: Konfokale Laserscanning Mikroskopie und verwandte Methoden

Am Institut für Physiologie II wird die molekulare Funktion und zelluläre Regulation von liganden- und spannungsgesteuerten Ionenkanälen erforscht. Dabei kommen u.a. die konfokale Laser-Scanning Mikroskopie (LSM), Einzelmolekül-Mikroskopie und spezialisierte Techniken wie Förster Resonanzenergietransfer (FRET), Fluoreszenzkorrelationsspektroskopie (FCS) und Fluoreszenzlebensdauermessungen (FLIM) zum Einsatz.

Ein besonderes Verfahren im Labor ist die kombinierte Messung der Bindung eines fluoreszenzmarkierten Liganden und des zugehörigen Stroms durch Liganden-aktivierte Ionenkanäle. Diese Messungen ermöglichen ein detailliertes Verständnis der intra­molekularen Signalverarbeitungsprozesse, insbesondere der intramolekulare Kooperativität. Auf zellulärer Ebene untersuchen wir die Lokalisierung und die Regulation von Ionenkänlen durch Protein-Protein Wechselwirkungen mikroskopisch.

In diesem Modul wird eine Einführung in die (konfokale) Fluoreszenzmikroskopie gegeben und an einem konkreten Beispiel die Untersuchung von Ligandenbindung oder Protein-Protein Wechselwirkungen demonstriert.

Treffpunkt: Eingang Physiologie II, Gebäude Kollegiengasse 9 (Bitte klingeln)

Termine: Gruppe 1: 9.15 - 11.45, Gruppe 2: 13.00 – 14.30

Minimale Teilnehmerzahl: 2, Maximale Teilnehmerzahl: 4

Prof. Dr. C. Biskup, PD Dr. Christian Melle / AG Biomolekulare Photonik

Untersuchung von Protein-Protein-Wechselwirkungen

Vorgestellte Methoden: konfokale Laserscanning Mikroskopie, Fluoreszenz­lebensdauer­messungen

In der konventionellen Fluoreszenzmikroskopie wird oft nur die Information über die Intensität der von einem Fluorophor emittierten Strahlung genutzt, um zelluläre Strukturen zu markieren oder mit Hilfe von entsprechenden Indikatorfarbstoffen quantitative Messungen durchzuführen. Das Emissionslicht ist jedoch nicht nur durch seine Intensität, sondern auch eine Reihe weiterer Eigenschaften gekennzeichnet, die ausgenützt werden können um damit Informationen über die molekulare Umgebung des Fluorophors liefern.

Dieses Modul gibt eine kurze Einführung in die konfokale Laserscanning Mikroskopie und darauf aufbauenden Techniken, mit denen sich neben der Intensität andere Eigenschaften eines Fluorophors messen lassen.

Treffpunkt: vor dem Seminarraum 1, Gebäude Nonnenplan 4, 1. OG

Termine: Gruppe 3: 9.15 - 11.45, Gruppe 4: 13.00 – 14.30

Minimale Teilnehmerzahl: 2, Maximale Teilnehmerzahl: 3

Dr. Birgit Hoffmann / Prof. Dr. C. Biskup

Einführung in spektroskopische Methoden

Vorgestellte Methoden: UV/Vis-Absorptionsspektroskopie, Fluoreszenzspektroskopie

Basis einer jeden quantitativen mikroskopischen Messung ist die spektroskopische Charakterisierung der verwendeten Fluorophore. Dieses Modul führt in die Grundlagen der Absorptions- und Fluoreszenzspektroskopie ein und zeigt deren Möglichkeiten und Grenzen auf.

Treffpunkt: vor dem Seminarraum 1, Gebäude Nonnenplan 4, 1. OG

Termine: Gruppe 5: 9.15 - 11.45, Gruppe 6: 13.00 – 14.30

Minimale Teilnehmerzahl: 1, Maximale Teilnehmerzahl: 3

Prof. Dr. K. Holthoff, Dr. Jürgen Graf / Hans-Berger-Klinik für Neurologie

Kalzium Bildgebung in der medizinischen Forschung

Vorgestellte Methoden: Epi-Fluoreszenzmikroskopie / 2-Photonen Fluoreszenzmikroskopie

Neuronale Netzwerkaktivität stellt die Grundlage aller kognitiven Prozesse im Gehirn dar. Mit Hilfe moderner optischer Methoden ist es möglich geworden, die Aktivität ganzer Zellverbände mit Einzelzellauflösung in lebenden Proben abzuleiten. Der Kurs bietet die Möglichkeit, mit der 2-Photonen Fluoreszenzmikroskopie eine der führenden physiologischen Methoden der modernen Hirnforschung kennenzulernen. Die Studierenden werden Einblick in die Funktionsweise dieser Technik bekommen und im Rahmen eines Experimentes neuronale Netzwerkaktivität ableiten. Es werden grundlegende Fragen der Datenaufnahme und Auswertung besprochen.

Treffpunkt: Haupteingang Forschungszentrum Lobeda.- Gebäude F4

Termine: Gruppe 7: 13.00 – 14.30

Minimale Teilnehmerzahl: 1, Maximale Teilnehmerzahl: 3

PD Dr. Ivonne Löffler / Nephrologie, Klinik für Innere Medizin III

Visualisierung von Fibrose durch Polarisations-Kontrastmikroskopie

Vorgestellte Methoden: Polarisations-Kontrastmikroskopie

Fibrose ist ein pathologischer Prozess, der durch exzessive Ablagerung von Bindegewebs-Komponenten in einem Organ oder Gewebe charakterisiert ist. Es gibt viele fibrotische Erkrankungen, wobei die Lungen-, Leber-, Herz- und Nierenfibrose die bekanntesten sind. Das Spektrum der Organe und die große Zahl der Personen, die es betreffen kann, sowie die üblicherweise fortschreitende Natur fibrotischer Prozesse bei gleichzeitiger Abwesenheit zuverlässiger Behandlungsstrategien, machen vorklinische und klinische Untersuchungen zur Fibroseentstehung und -verlauf zu einem wichtigen Bestandteil der aktuellen klinischen Forschung. Verschiedene morphometrische Techniken wurden bisher entwickelt, um Fibrose zu beurteilen. Neben der Masson-Trichrome-Färbung und der Immunhistochemie für Fibronektin und Kollagene, hat sich die Pikrosirius-Rot-Färbung als sehr nützlich erwiesen. Während es oft sehr schwierig ist, die Unterschiede im Kollagengehalt oder der Faserdicke mit normaler Lichtmikroskopie zu quantifizieren, zeigt die Pikrosirius-Rot-Färbung unter polarisiertem Licht eine große Spezifität für Fibrillen verschiedener Kollagene. Die Kollagene ändern je nach Faserdicke unter polarisierten Licht ihre Färbung (von grün zu rot mit zunehmender Faserdicke) was die Bewertung selbst von geringen fibrotischen Veränderungen in den Geweben ermöglicht. Das Modul beinhaltet eine Einführung in die Präparationsmethodik und die Grundlagen der Polarisations-Kontrastmikroskopie anhand Proben aus der aktuellen klinischen Forschung zur diabetischen Nephropathie.

Treffpunkt: Haupteingang Forschungszentrum Lobeda - Gebäude F2

Termine: Gruppe 8: 9.15 - 11.45, Gruppe 9: 13.00 – 14.30

Minimale Teilnehmerzahl: 2, Maximale Teilnehmerzahl: 4