Freiwillige Praktika

Gruppe

Dr. Ralf Schmauder, Prof. Dr. K. Benndorf / Institut für Physiologie II

Untersuchung an Membranproteinen mit Fluoreszenzmikroskopie:
Wie „sieht“ man molekulare Interaktionen

Vorgestellte Methoden: Konfokale Laserscanning Mikroskopie und verwandte Methoden

Am Institut für Physiologie II wird die molekulare Funktion und zelluläre Regulation von liganden- und spannungsgesteuerten Ionenkanälen erforscht. Dabei kommen u.a. die konfokale Laser-Scanning Mikroskopie (LSM), Einzelmolekül-Mikroskopie und spezialisierte Techniken wie Förster Resonanzenergietransfer (FRET), Fluoreszenzkorrelationsspektroskopie (FCS) und Fluoreszenzlebensdauermessungen (FLIM) zum Einsatz.

Ein besonderes Verfahren im Labor ist die kombinierte Messung der Bindung eines fluoreszenzmarkierten Liganden und des zugehörigen Stroms durch Liganden-aktivierte Ionenkanäle. Diese Messungen ermöglichen ein detailliertes Verständnis der intra­molekularen Signalverarbeitungsprozesse, insbesondere der intramolekulare Kooperativität. Auf zellulärer Ebene untersuchen wir die Lokalisierung und die Regulation von Ionenkänlen durch Protein-Protein Wechselwirkungen mikroskopisch.

In diesem Modul wird eine Einführung in die (konfokale) Fluoreszenzmikroskopie gegeben und an einem konkreten Beispiel die Untersuchung von Ligandenbindung oder Protein-Protein Wechselwirkungen demonstriert.

Treffpunkt: Eingang Physiologie II, Gebäude Kollegiengasse 9 (Bitte klingeln)

Termine: Gruppe 1: 9.15 - 11.15, Gruppe 2: 13.00 - 15.00

Minimale Teilnehmerzahl: 2, Maximale Teilnehmerzahl: 4

PD Dr. Christian Melle, Prof. Dr. C. Biskup / AG Biomolekulare Photonik

Untersuchung von Protein-Protein-Wechselwirkungen

Vorgestellte Methoden: konfokale Laserscanning Mikroskopie, Fluoreszenz­lebensdauer­messungen

In der konventionellen Fluoreszenzmikroskopie wird oft nur die Information über die Intensität der von einem Fluorophor emittierten Strahlung genutzt, um zelluläre Strukturen zu markieren oder mit Hilfe von entsprechenden Indikatorfarbstoffen quantitative Messungen durchzuführen. Das Emissionslicht ist jedoch nicht nur durch seine Intensität, sondern auch eine Reihe weiterer Eigenschaften gekennzeichnet, die ausgenützt werden können um damit Informationen über die molekulare Umgebung des Fluorophors liefern.

Dieses Modul gibt eine kurze Einführung in die konfokale Laserscanning Mikroskopie und darauf aufbauenden Techniken, mit denen sich neben der Intensität andere Eigenschaften eines Fluorophors messen lassen.

Treffpunkt: vor dem Seminarraum 1, Gebäude Nonnenplan 4, 1. OG

Termine: Gruppe 1: 9.15 - 11.15, Gruppe 2: 13.00 – 15.00

Minimale Teilnehmerzahl: 2, Maximale Teilnehmerzahl: 3

PD Dr. Ivonne Löffler / Nephrologie, Klinik für Innere Medizin III

Visualisierung von Fibrose durch Polarisations-Kontrastmikroskopie

Vorgestellte Methoden: Histochemie, multispektrale Immunfluoreszenz, Polarisations-Kontrastmikroskopie

Fibrose ist ein pathologischer Prozess, der durch exzessive Ablagerung von Bindegewebs-Komponenten in einem Organ oder Gewebe charakterisiert ist. Es gibt viele fibrotische Erkrankungen, wobei die Lungen-, Leber-, Herz- und Nierenfibrose die bekanntesten sind. Das Spektrum der Organe und die große Zahl der Personen, die es betreffen kann, sowie die üblicherweise fortschreitende Natur fibrotischer Prozesse bei gleichzeitiger Abwesenheit zuverlässiger Behandlungsstrategien, machen vorklinische und klinische Untersuchungen zur Fibroseentstehung und -verlauf zu einem wichtigen Bestandteil der aktuellen klinischen Forschung. Verschiedene morphometrische Techniken wurden bisher entwickelt, um Fibrose zu beurteilen. Neben der Masson-Trichrome-Färbung und der Immunhistochemie für Fibronektin und Kollagene, hat sich die Pikrosirius-Rot-Färbung als sehr nützlich erwiesen. Während es oft sehr schwierig ist, die Unterschiede im Kollagengehalt oder der Faserdicke mit normaler Lichtmikroskopie zu quantifizieren, zeigt die Pikrosirius-Rot-Färbung unter polarisiertem Licht eine große Spezifität für Fibrillen verschiedener Kollagene. Das Modul beinhaltet eine Einführung in die Präparationsmethodik und die Grundlagen der multispektralen Immunfluoreszenz und Polarisations-Kontrastmikroskopie anhand Proben aus der aktuellen klinischen Forschung zu Nierenerkrankungen.

Treffpunkt: Haupteingang Forschungszentrum Lobeda - Gebäude F2

Termine: Gruppe 1 : 9.15 - 11.15, Gruppe 2: 13.00 – 15.00

Minimale Teilnehmerzahl: 2, Maximale Teilnehmerzahl: 4

Prof. Dr. Ralf Mrowka / Experimentelle Nephrologie

Visualisierung von Signalwegen mit Fluoreszenzmikroskopie

Vorgestellte Methoden: Epi-Fluoreszenzmikroskopie / LaserScanning-Mikroskopie

Transkriptionsfaktoren können bei Aktivierung vom Zellplasma in den Zellkern translozieren. Wir nutzen genetisch veränderte humane Zelllinien, bei denen Transkriptions-Faktoren an Fluoreszenz-Proteine gekoppelt wurden. Diese können bei Stimulation des Signalweges unter dem Mikroskop in ihrer Aktion in der lebenden Zelle beobachtet werden. Dabei kann man abschätzen, in welchen Zellen und mit welcher Dynamik der jeweilige Transkriptionsfaktor in den Zellkern wandert. In dem praktischen Teil werden wir uns auf den Transkriptions-Faktor NFB fokussieren. (Klinischer Bezug: Nierenerkrankungen, arterielle Hypertonie, Entzündung, Infektionsantwort)

Treffpunkt: Eingangsbereich Cetramed Lobeda - Gebäude F3

Termine: Gruppe 1: 9.15 - 11.15, Gruppe 2: 14.15 – 16.15

Minimale Teilnehmerzahl: 2, Maximale Teilnehmerzahl: 3

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Dr. S. Nietzsche, PD Dr. M. Westermann / Elektronenmikroskopisches Zentrum

Elektronenmikroskopie in der medizinischen Forschung

Vorgestellte Methoden: Transmissionselektronenmikroskopie (TEM), Rasterelektronen-mikroskopie (REM)
Mit dem Elektronenmikroskop kann man das Innere oder die Oberfläche eines Objekts mittels Elektronen in hoher Auflösung im Nanometerbereich abbilden. Im Trans-missionselektronenmikroskop (TEM) wird der Elektronenstrahl (ähnlich wie im Lichtmikroskop) durch einen ultradünnen Schnitt geleitet und die im Präparat gestreuten Elektronen erzeugen das Bild. Im Raster-Elektronenmikroskop (REM) wird nur die Oberfläche mit einem Elektronenstrahl abgetastet, dabei werden die aus dem Präparat austretenden Signale (z. B. Sekundäre Elektronen), synchron detektiert und nach ihrer Intensität in ein Bild umgewandelt. Das Modul beginnt mit einer Einführung in die Elektronenmikroskopie und die Bildentstehung im Elektronenmikroskop. Zusätzlich werden elektronenmikroskopische Präparationsmethoden erläutert (Einbettung und Ultradünnschnitt-Technik, Negativ-Färbung, Gefrierbruch-EM, Cryo-TEM, Röntgen-mikroanalyse). Danach werden an den Mikroskopen (TEM, REM) praktische Demonstrationen mit Proben der aktuellen medizinischen Forschung durchgeführt.

Treffpunkt: vor dem Eingang des Zentrums, Ziegelmühlenweg 1

Termine: Gruppe 1: 13.00 – 15.00

Minimale Teilnehmerzahl: 2, Maximale Teilnehmerzahl: 4