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Startseite Physiologie / Forschungsthemen / HCN-Kanäle

HCN-Kanäle

Schematische Darstellung CN-modulierter Ionenkanäle. 
(A) Schematische Darstellung eines CN-modulierten Ionenkanals mit vier Untereinheiten. Die Untereinheiten bilden eine zentrale kationenselektive Pore. Jeder homomere bzw. heteromere Kanal trägt vier intrazelluläre Bindungsstellen für zyklische Nukleotide (CNBD). 
(B) Schematische Darstellung einer HCN-Kanal-Untereinheit mit sechs Transmembrandomänen S1-S6. Die ionenleitende Pore mit dem Selektivitätsfilter wird im Wesentlichen von den Domänen S5 und S6 und dem verbindenden Linker gebildet. Die CNBD ist über den C-Linker mit dem C-terminalen Ende von S6 verbunden.
Schematische Darstellung CN-modulierter Ionenkanäle. (A) Schematische Darstellung eines CN-modulierten Ionenkanals mit vier Untereinheiten. Die Untereinheiten bilden eine zentrale kationenselektive Pore. Jeder homomere bzw. heteromere Kanal trägt vier intrazelluläre Bindungsstellen für zyklische Nukleotide (CNBD). (B) Schematische Darstellung einer HCN-Kanal-Untereinheit mit sechs Transmembrandomänen S1-S6. Die ionenleitende Pore mit dem Selektivitätsfilter wird im Wesentlichen von den Domänen S5 und S6 und dem verbindenden Linker gebildet. Die CNBD ist über den C-Linker mit dem C-terminalen Ende von S6 verbunden.

HCN-Kanäle werden durch hyperpolarisierende Spannungen aktiviert und durch die Bindung zyklischer Nukleotide moduliert (HCN = hyperpolarization activated and cyclic nucleotide gated). Als sogenannte Schrittmacherkanäle sind sie an der rhythmischen Erregung spezieller Herzzellen und Neurone beteiligt. Außerdem spielen sie eine wichtige Rolle bei der Stabilisierung neuronaler Ruhemembranpotentiale, bei der Ausbildung erregender postsynaptischer Potentiale sowie bei der Entstehung von Schmerzempfindungen.

HCN-Kanäle gehören zur Superfamilie der spannungsgesteuerten Ionenkanäle und weisen den typischen Aufbau spannungsgesteuerter Kaliumkanäle auf. Es handelt sich damit um tetramere Kanalproteine, in denen sich die vier Untereinheiten symmetrisch um eine zentrale Pore gruppieren. Jede Untereinheit besteht aus sechs transmembranären Helices. Die Bindungsstelle für zyklische Nukleotide befindet sich jeweils am intrazellulären C-terminalen Ende. Die HCN-Kanäle sind strukturell den ebenfalls in unserem Labor untersuchten CNG-Kanälen (CNG = cyclic nucloetide gated) ähnlich.

Patchpipette mit einem aus der Zelle herausgerissenen Membranpatch. Die Membran enthält eine hohe Anzahl an fcAMP-bindenden HCN2-Kanälen.
Patchpipette mit einem aus der Zelle herausgerissenen Membranpatch. Die Membran enthält eine hohe Anzahl an fcAMP-bindenden HCN2-Kanälen.

Um die Ligandenbindung und Kanalaktivierung simultan untersuchen zu können, etablierten wir in unserem Labor die konfokale Patch-Clamp-Fluorometrie (konfokale PCF). Dabei wid die elektrophysiologische Patch-Clamp-Technik mit der konfokalen Lasermikroskopie kombiniert (Biskup et al., 2007; Kusch et al., 2010). Für die Untersuchung der HCN-Kanäle, bei denen die Applikation des Liganden von der intrazellulären Membranseite erforderlich ist, verwenden wir die Inside-out-Konfiguration. Den für die konfokale PCF notwendigen fluoreszierenden Liganden (DY547-AET-cAMP = fcAMP) entwickelten wir in Zusammenarbeit mit den Firmen Dyomics (Jena) und Biolog FSI (Bremen). Die Abbildung zeigt das konfokale Bild einer Patch-Pipette mit einer HCN2-exprimierenden Membran unter Applikation von 1 µM fcAMP.

Mit Hilfe dieser Technik können wir die Kanalaktivierung in direkter Abhängigkeit von der Ligandenbindung und umgekehrt auch die Ligandenbindung in direkter Abhängigkeit von der Kanalaktivierung beobachten. Somit konnte zum Beispiel die reziproke Beziehung zwischen diesen beiden Parametern für den homotetrameren HCN2-Kanal experimentell belegt werden. Durch die globale mathematische Analyse der optischen und elektrophysiologischen Daten waren wir in der Lage, ein kinetisches Modell (Markov-Modell) für die Beschreibung der ligandenabhängigen Aktivierung des HCN2-Kanals aufzustellen (Kusch et al., 2012).


Methoden

Patch-Clamp-Technik

Konfokale Patch-Clamp-Fluorometrie


Themenbezogene Publikationen

Thon, S., Schulz, E., Kusch, J., and Benndorf, K. (2015)
Conformational Flip of Nonactivated HCN2 Channel Subunits Evoked by Cyclic Nucleotides

Biophys. J. 109, 2268-2276

Kesters, D., Brams, M., Nys, M., Wijckmans, E., Spurny, R., Voets, T., Tytgat, J., Kusch, J., and Ulens, C. (2015)
Structure of the SthK carboxy-terminal region reveals a gating mechanism for cyclic nucleotide-modulated ion channels

PLoS One 10, e0116369

Thon, S., and Benndorf, K. (2014)
Avoiding the formation of vesicles by patch excision from Xenopus oocytes

J. Neurosci. Methods 225, 29-31

Brams, M., Kusch, J., Spurny, R., Benndorf, K., and Ulens, C. (2014)
Family of prokaryote cyclic nucleotide-modulated ion channels

Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 111, 7855-60

Kusch, J., Thon, S., Schulz, E., Biskup, C., Nache, V., Zimmer, T., Seifert, R., Schwede, F., and Benndorf, K. (2012)
How subunits cooperate in cAMP-induced activation of homotetrameric HCN2 channels

Nat. Chem. Biol. 8, 162-9

Kusch, J., Biskup, C., Thon, S., Schulz, E., Nache, V., Zimmer, T., Schwede, F., and Benndorf, K. (2010)
Interdependence of receptor activation and ligand binding in HCN2 pacemaker channels

Neuron 67, 75-85


Kooperationen

Prof. Dr. Eckhard Schulz

Fakultät Elektrotechnik, Fachhochschule Schmalkalden

Prof. Dr. Christoph Biskup

AG Molekulare Photonik Universitätsklinikum Jena

Dr. Frank Schwede

Biolog LSI, Bremen

Ass. Prof. Chris Ulens

KU Leuven, Belgien

Dr. Frank Lehmann

Dyomics, Jena


Kontakt

Dr. Jana Kusch

Telefon: 03641 - 9 397668

Prof. Dr. Klaus Benndorf

Telefon: 03641 - 9 397651

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