Freiwillige Praktika
Für diejenigen von Ihnen, die besonders an der Mikroskopie interessiert sind, können in verschiedenen Arbeitsgruppen des Universitätsklinikums an Demonstrationspraktika teilnehmen. Die Praktika werden (soweit nicht anders vermerkt) für den Vormittag in der Zeit von 9.15-11.45 Uhr und am Nachmittag von 13.00-14.30 Uhr angeboten. Die Einschreibung zu den Praktikumsterminen erfolgt über DOSIS. Belegen Sie bitte nach Möglichkeit zunächst die Nachmittagstermine.
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Dr. Ralf Schmauder, Prof. Dr. K. Benndorf / Institut für Physiologie II Untersuchung an Membranproteinen mit Fluoreszenzmikroskopie: Vorgestellte Methoden: Konfokale Laserscanning Mikroskopie und verwandte Methoden Am Institut für Physiologie II wird die molekulare Funktion und zelluläre Regulation von liganden- und spannungsgesteuerten Ionenkanälen erforscht. Dabei kommen u.a. die konfokale Laser-Scanning Mikroskopie (LSM), Einzelmolekül-Mikroskopie und spezialisierte Techniken wie Förster Resonanzenergietransfer (FRET), Fluoreszenzkorrelationsspektroskopie (FCS) und Fluoreszenzlebensdauermessungen (FLIM) zum Einsatz. Ein besonderes Verfahren im Labor ist die kombinierte Messung der Bindung eines fluoreszenzmarkierten Liganden und des zugehörigen Stroms durch Liganden-aktivierte Ionenkanäle. Diese Messungen ermöglichen ein detailliertes Verständnis der intramolekularen Signalverarbeitungsprozesse, insbesondere der intramolekulare Kooperativität. Auf zellulärer Ebene untersuchen wir die Lokalisierung und die Regulation von Ionenkänlen durch Protein-Protein Wechselwirkungen mikroskopisch. In diesem Modul wird eine Einführung in die (konfokale) Fluoreszenzmikroskopie gegeben und an einem konkreten Beispiel die Untersuchung von Ligandenbindung oder Protein-Protein Wechselwirkungen demonstriert. Treffpunkt: Eingang Physiologie II, Gebäude Kollegiengasse 9 (Bitte klingeln) Termine: Gruppe 1: 9.15 - 11.15 Minimale Teilnehmerzahl: 2, Maximale Teilnehmerzahl: 4 |
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Prof. Dr. C. Biskup, PD Dr. Christian Melle / AG Biomolekulare Photonik Untersuchung von Protein-Protein-Wechselwirkungen Vorgestellte Methoden: konfokale Laserscanning Mikroskopie, Fluoreszenzlebensdauermessungen In der konventionellen Fluoreszenzmikroskopie wird oft nur die Information über die Intensität der von einem Fluorophor emittierten Strahlung genutzt, um zelluläre Strukturen zu markieren oder mit Hilfe von entsprechenden Indikatorfarbstoffen quantitative Messungen durchzuführen. Das Emissionslicht ist jedoch nicht nur durch seine Intensität, sondern auch eine Reihe weiterer Eigenschaften gekennzeichnet, die ausgenützt werden können um damit Informationen über die molekulare Umgebung des Fluorophors liefern. Dieses Modul gibt eine kurze Einführung in die konfokale Laserscanning Mikroskopie und darauf aufbauenden Techniken, mit denen sich neben der Intensität andere Eigenschaften eines Fluorophors messen lassen. Treffpunkt: vor dem Seminarraum 1, Gebäude Nonnenplan 4, 1. OG Termine: Gruppe 2: 9.15 - 11.15, Gruppe 3: 13.00 – 15.00 Minimale Teilnehmerzahl: 2, Maximale Teilnehmerzahl: 3 |
| 4+5 |
Dr. Birgit Hoffmann / Prof. Dr. C. Biskup Einführung in spektroskopische Methoden Vorgestellte Methoden: UV/Vis-Absorptionsspektroskopie, Fluoreszenzspektroskopie Basis einer jeden quantitativen mikroskopischen Messung ist die spektroskopische Charakterisierung der verwendeten Fluorophore. Dieses Modul führt in die Grundlagen der Absorptions- und Fluoreszenzspektroskopie ein und zeigt deren Möglichkeiten und Grenzen auf. Treffpunkt: vor dem Seminarraum 1, Gebäude Nonnenplan 4, 1. OG Termine: Gruppe 4: 9.15 - 11.15, Gruppe 5: 13.00 – 15.00 Minimale Teilnehmerzahl: 1, Maximale Teilnehmerzahl: 3 |
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Prof. Dr. B. Qualmann, Dr. Jessica Tröger, Dr. Maryam Izadi-Seitz / Institut für Biochemie I Live cell imaging in der modernen molekularen Medizin Vorgestellte Methoden: Apotome, Spinning Disk Mikroskop, FRAP Dynamik und Motilität von Zellbestandteilen bzw. Zellorganellen ist eine unabdingbare Grundvoraussetzung für die Entwicklung zellulärer Netzwerke, für Stressreaktionen und Regenerationsprozesse aber auch für Plastizität und damit für Lern- und Gedächtnisprozesse. Der Kurs bietet die Möglichkeit, Methoden für das Studium dynamischer Prozesse in lebenden Zellen mit Hilfe der Fluoreszenzmikroskopie kennenzulernen. Studierende werden in hands-on Veranstaltungen Expertise in der Lebendzellmikroskopie mittels Apotom-basierter konfokaler Mikroskopie sowie der Spinning Disk Mikroskopie erlangen. FRAP-Analysen sollen zudem Proteinbewegungen innerhalb lebender Zellen verfolgen. Zusammengenommen enthüllen diese Techniken die Grundlage zellulärer Plastizität und geben damit Einsichten in Mechanismen, deren Fehlfunktionen u.a. zu fundamentalen Entwicklungsstörungen, Regenerationsdefekten aber vor allem auch zu neurologischen Erkrankungen darunter Autismus-Spektrum-Störungen, Demenz und mentale Retardierung. Treffpunkt: Gebäude Nonnenplan 4, 2. OG, Sekretariat Biochemie I Termine: Gruppe 6: 13.00 – 15.00 Minimale Teilnehmerzahl: 2, Maximale Teilnehmerzahl: 4 |
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Prof. Dr. Ralf Mrowka / Experimentelle Nephrologie Visualisierung von Signalwegen mit Fluoreszenzmikroskopie Vorgestellte Methoden: Epi-Fluoreszenzmikroskopie / LaserScanning-Mikroskopie Transkriptionsfaktoren können bei Aktivierung vom Zellplasma in den Zellkern translozieren. Wir nutzen genetisch veränderte humane Zelllinien, bei denen Transkriptions-Faktoren an Fluoreszenz-Proteine gekoppelt wurden. Diese können bei Stimulation des Signalweges unter dem Mikroskop in ihrer Aktion in der lebenden Zelle beobachtet werden. Dabei kann man abschätzen, in welchen Zellen und mit welcher Dynamik der jeweilige Transkriptionsfaktor in den Zellkern wandert. In dem praktischen Teil werden wir uns auf den Transkriptions-Faktor NFB fokussieren. (Klinischer Bezug: Nierenerkrankungen, arterielle Hypertonie, Entzündung, Infektionsantwort) Treffpunkt: Nonnenplan 4, Seminarraum 1, Gebäude Nonnenplan 4, 1. OG Termine: Gruppe 7: 13.00 – 15.00 Minimale Teilnehmerzahl: 2, Maximale Teilnehmerzahl: 8 |
| 8+9 |
PD Dr. Ivonne Löffler / Nephrologie, Klinik für Innere Medizin III Visualisierung von Fibrose durch Polarisations-Kontrastmikroskopie Vorgestellte Methoden: Histochemie, multispektrale Immunfluoreszenz, Polarisations-Kontrastmikroskopie Fibrose ist ein pathologischer Prozess, der durch exzessive Ablagerung von Bindegewebs-Komponenten in einem Organ oder Gewebe charakterisiert ist. Es gibt viele fibrotische Erkrankungen, wobei die Lungen-, Leber-, Herz- und Nierenfibrose die bekanntesten sind. Das Spektrum der Organe und die große Zahl der Personen, die es betreffen kann, sowie die üblicherweise fortschreitende Natur fibrotischer Prozesse bei gleichzeitiger Abwesenheit zuverlässiger Behandlungsstrategien, machen vorklinische und klinische Untersuchungen zur Fibroseentstehung und -verlauf zu einem wichtigen Bestandteil der aktuellen klinischen Forschung. Verschiedene morphometrische Techniken wurden bisher entwickelt, um Fibrose zu beurteilen. Neben der Masson-Trichrome-Färbung und der Immunhistochemie für Fibronektin und Kollagene, hat sich die Pikrosirius-Rot-Färbung als sehr nützlich erwiesen. Während es oft sehr schwierig ist, die Unterschiede im Kollagengehalt oder der Faserdicke mit normaler Lichtmikroskopie zu quantifizieren, zeigt die Pikrosirius-Rot-Färbung unter polarisiertem Licht eine große Spezifität für Fibrillen verschiedener Kollagene. Das Modul beinhaltet eine Einführung in die Präparationsmethodik und die Grundlagen der multispektralen Immunfluoreszenz und Polarisations-Kontrastmikroskopie anhand Proben aus der aktuellen klinischen Forschung zu Nierenerkrankungen. Treffpunkt: Haupteingang Forschungszentrum Lobeda - Gebäude F2 Termine: Gruppe 8: 10.15 - 12.15, Gruppe 9: 13.00 – 15.00 Minimale Teilnehmerzahl: 2, Maximale Teilnehmerzahl: 4 |
| 10+11 |
Prof. Dr. M. Börsch / AG Mikroskopie-Methodik Superresolution-Mikroskopie von Mitochondrien in lebenden Zellen (SIM und Einzelmoleküle) Vorgestellte Methoden: Superresolution-Mikroskopie, Strukturierte Beleuchtungsmikroskopie (SIM), Einzelmolekül-Mikroskopie Mitochondrien sind die "Kraftwerke" der Zellen und diejenigen Organellen, in denen u.a. ATP synthetisiert wird. Die beteiligten Proteinmaschinen der Atmungskette sitzen in der inneren Mitochondrienmembran, die komplex gefaltet ist (Cristae). Optische Mikroskopie kann aufgrund der Beugungsbegrenzung des Lichts die Cristae bisher nicht auflösen. Mithilfe der Superresolution-Mikroskopie (siehe Chemie-Nobelpreise 2014) ist es nun jedoch möglich, die physikalische Beugungsbegrenzung zu umgehen und Bilder mit höherer Ortauflösung zu erzeugen. Wir wollen mit strukturierter Beleuchtungsmikroskopie und mit Einzelmolekül-Detektion die FoF1-ATP Synthasen in Hefe-Mitochondrien und die Cytochrom-C-Oxidase in HEK-Mitochondrien am SIM/STORM Superresolutionmikroskop darstellen und somit die Struktur der Cristae in Mitochondrien lebender Zellen visualisieren. Treffpunkt: Seminarraum 1, Gebäude Nonnenplan 4, 1. OG Termine: Gruppe 10: 9.15 - 11.15, Gruppe 11: 13.00 – 15.00 Minimale Teilnehmerzahl: 2, Maximale Teilnehmerzahl: 4 |
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PD Dr. M. Westermann, Dr. S. Nietzsche / Elektronenmikroskopisches Zentrum Elektronenmikroskopie in der medizinischen Forschung Vorgestellte Methoden: Transmissionselektronenmikroskopie (TEM), Rasterelektronen-mikroskopie (REM) Treffpunkt: vor dem Eingang des Zentrums, Ziegelmühlenweg 1 Termine: Gruppe 12: 13.00 – 15.00 Minimale Teilnehmerzahl: 2, Maximale Teilnehmerzahl: 4 |